人类异种移植的肿瘤优于啮齿类本身的肿瘤,前者是由于保留了人类肿瘤细胞的形态、功能行为和化疗的反应性。可系列移植的肿瘤在现代医学研究中起到很重要的作用,最引人注意的是将人类的肿瘤移植到啮齿类作抗肿瘤药物的试验。近年来的研究方向是开发更多的免疫缺陷实验动物供肿瘤移植研究之用。应用裸大鼠的初步研究表明:裸大鼠与裸小鼠比较,对 移植瘤有同样的合乎要求的化疗反应,有更广的瘤谱、宿主的体躯更大,也更健壮,并且不需要像裸小鼠一样的 SPF 环境。

1. 动物授瘤手术

授瘤动物实施麻醉或安乐死手术,将肿瘤取出后放入一消毒的培养皿内,用冷消毒盐水或冷培养基湿润组织,将无出血、无坏死区的区域在无菌条件下剪成2～3mm大的碎片(如果肿瘤细胞是在组织中培养生长,则可用含有0.02%EDTA 的磷酸缓冲盐水使细胞分散,再加入一定量培养基使活细胞密度达到106个/0.2ml的浓度,细胞的活力可用台酚蓝染色确定),备用进行移植。为了达到最佳的移植效果,移植术应在肿瘤从授者身上摘下后迅速进行。

2. 移植最常用的部位

皮下接种时,如果是肿瘤碎片的话,可用一套管针将2～3mm大的碎片接种到裸鼠较疏松的部位(两前肢腋下等)皮下;如果是接种细胞,则在相似部位皮下注射106～107个的肿痛细胞。通常在第7d 即可见到肿瘤是否存活,注意不应该触摸肿瘤组织,因为血管丰富的肿瘤组 织有致死性出血的危险,肿瘤的生长速度可用卡尺来测量。

颅内接种时,特别是由于一次接种成功所需要的肿瘤细胞相对较少、而要求移植成功率高时采用。小细胞癌总是能在脑膜上生长,与皮下接种相比更具有局部的侵入性。进行颅内接种时,常使用26# 针头和膜岛素针头注入0.05ml的肿瘤细胞。注射部位在跟外眦和外耳刮 线中点的上方,针头刺入其长度的1/2～2/3。受注射的小鼠似乎先有几秒钟的休克状态,然后自行恢复。但有少数会发生惊厥并在数小时内死亡。

膀胱内接种时,常先诱发膀胱炎(将溴化十六烷基三甲胺注射于膀胱并留置3Omin左右，然后排空膀胱内的液体，再使用0.9%生理盐水灌洗)并将肿瘤细胞直接注入膀胱内(以瘤细胞混悬液充满)。这一方法对诱发家兔和大鼠的膀胱肿瘤是非常有效的。

3. 移植性肿瘤模型的建立

世界上保存的动物移植性肿瘤有 500 多种,如小鼠的Lewis肺癌、 B16 黑色素瘤、S37瘤、FSaⅡ纤维肉瘤、S180 实体瘤和腹水瘤、P380白血病、EAC腹水癌以及大鼠的13762A乳腺癌、Walker -256 癌等,这些移植性肿瘤模型主要是通过化学致癌剂诱发、动物白发性肿瘤移植、腹水瘤的建立等三种实验方法而建立起来的。在肿瘤的化疗、热疗实验研究中常被使用。动物肿瘤移植的成功率与否,直接关系到肿瘤研究结果的可靠性。

(1)腹水瘤的接种方法   肿瘤细胞源一般使用接种后第5～7d的小鼠腹水,以腹水为乳白色为佳。接种时应从下腹部注射于受体小鼠的腹腔,一般接种量为0.1～0.2ml,接种肿瘤细胞量为1×107个/0.2ml,有时也可使用生理盐水适当稀释后接种。

(2)实体型肿瘤接种的实验方法   小块接种时,将实验肿瘤取出后、切开,选取生长良好而无变性坏死、呈淡红色的、鱼肉状的肿瘤组织,切成5mm×5mm×5mm的小块。在受体小鼠的腹部外侧剪开一才了小口,使用无钩眼科镊子夹取小块,送入切口内皮下,并用镊子将皮肤盖住肿瘤块,防止露出来;悬液接种时,将选取的肿瘤组织放入玻璃匀浆器中,使用无菌生理制研磨成悬液(注意:制备肿瘤悬液时,一方面在研磨时使研磨杆往同一方向转动,切不可正向及反向交替研磨;另一方面,必需弃去悬液下方的沉淀)用注射器吸取肿瘤悬液,先计算单位体积内的活肿瘤细胞数,再将肿瘤悬液注射到接种部位,细胞数在1×106～1×107个/0.2ml之间。注射后将镊子夹住针孔片刻,防止肿瘤液外溢。此法一般适用于大批量的动物接种实验,最好使用 4# 或5#的针头操作。

(3)肿瘤组织匀浆接种法   从实体瘤选出新鲜瘤组织,剪碎成匀浆后可注射使用。此法多适合用于大动物的移植瘤,以保证较高的移植成活率。移植部位以体内深部肌肉或器官为佳。其中家兔的成骨肉瘤多用此法。

(4)培养细胞移植法  将单层培养的细胞消化脱壁后,稀释成一定浓度的细胞悬液,移植于动物的皮下或其他部位。

(5)活细胞的计数方法  细胞的活力可用台酚蓝染色确定使用新配制的0.05%的伊红或0.1%台酚蓝生理盐水溶液,将肿瘤细胞悬液稀释,混匀后在血球计数板上计数,其中染色者为死细胞,不染色者为活细胞。