实验方法
动物实验方法介绍
一、小鼠实验方法
实验前，首先应检查动物健康情况，性别、体重等是否符合实验要求。健康的小鼠应该体型匀称、运动活泼、被毛浓密有光泽而贴身，常选年龄2～3月，体重20～28g小鼠做实验。
性别的鉴定主要观察动物肛门与生殖器之间的距离，远的为雄性，近的为雌性，并可见有明显的乳头。
实验前，进行随机分组和编号标记，常用的方法是化学染料涂染被毛法，特别适用于白色被毛动物的标号。涂染时，可用0.5％中性红染成红色，3％～5％苦味酸染成黄色，2％硝酸银在日光作用下染成咖啡色，煤焦油酒精溶液染成黑色。
一般习惯黄色涂染左前腿为1，左腰为2，左后腿为3，头为4，背部为5，尾基为6，右前腿为7，右腰为8，右后腿为9，用红色表示相应的十位数，以此类推。
抓取时右手提取尾巴向后拉，左手拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，置于手心中，无名指按住尾巴，小指按住后腿。
腹腔给药时，针先平行刺入下腹部皮下，再向前刺一段后，向下刺入腹腔，回抽一下，如无血时，即可将药物注入腹腔。
肌肉给药时，将左右腿翻过来，用无名指固定于掌间，把药液注入臀部肌肉内。
灌胃给药时，选用6号灌胃针，沿右嘴角插入，经食道进入胃内，如插入通畅无阻，动物不挣扎，即可将药液徐徐灌入，一次不超过0.9ml。
脑内接种时，选套有塑料管，针尖露出2ml深的针头，由鼠正中额部刺入脑内，注入接种物。
尾静脉给药时，将鼠装入固定盒内，露出鼠尾，摩擦充血后，在尾下1／4处选一根明显的静脉，食指和拇指捏住尾巴，用4号针头平行血管刺入静脉，可见有血进入针管，即可将药液注入静脉。
取少量血做血常规检查时，用针头刺破尾静脉，让血自动流出。再取血做血常规检查。
眼底静脉丛采血时，取一根一端剪尖，内径为1mm的塑料管，从眼角内侧向眼后方向刺入3～4mm，即可见血流出。
取较多量血时，可摘除眼球采血，先压迫鼠颈部管，使眼球突出，再用弯无钩镊，在眼球根部摘除，头向下迅速提取鼠，将血液流入样品管内。
心脏采血，先在左侧第3～4肋间摸到心搏最强处，用5号半针头刺入胸内约1cm，当针头刺入心脏，血进入针管时，即可抽取。
雌鼠在发情周期不同阶段，阴道黏膜可发生典型变化，可用阴道涂片细胞的改变来反映，用点滴管吸一点生理盐水，轻轻插入阴道，冲道，冲洗2～3次后吸一些冲洗液做涂片。
脊椎脱臼法是最常用的处死方法，按住鼠头后，抓住鼠尾用力向后一拉，即可处死。
制作骨髓涂片时，先剖取胸骨，除去附着的肌肉，选2～3节处剪开，挤出少许骨髓与同种鼠血清混合涂在玻片上。
二、大鼠实验方法
大鼠不如小鼠温顺，门齿长而尖锐，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套，右手抓鼠尾向后拉，左手拇指与食指抓住两耳及预部皮肤，置于左掌心中。
大鼠给药途径和方法与小鼠类似，只是给药量略大。灌胃时用8号灌胃针头。
采集尿时，将鼠放入代谢笼内饲养，大鼠排出的尿液和粪便可通过笼子底部玻璃制的粪尿分离器将尿和粪分开收集。
麻醉常采用乙酸吸入法，麻醉深度易于掌握，安全度大，麻醉速度快，约5min，便进入麻醉状态，但苏醒也快。
将己麻醉的大鼠，背卧法固定于鼠板上。
检查心电时，将针电极插在四肢和左侧3～4肋间心搏最强处皮下，按常规记录肢导联和胸导联心电图。
测量血压时，戊巴比妥钠麻醉后颈部切口，分离出外颈静脉，插入细塑料管，注入1％肝素0.3ml，使体内血液肝素化。再分离出颈动脉，结扎远心端，用动脉夹夹住近心端，剪一小口，向心端方向插入一根盛满盐水，尾端有塞子的细塑料管。拔去塞子，连接在传感器的塑料接管上，打开动脉夹，血压变化经传感器和放大器，在记录仪上记录下血压变化曲线。正常血压一般为100～200mmHg。
摘除肾上腺时，胸腔交界处皮肤常规消毒，背正中线切开皮肤，左肋缘与脊椎相交处，纵行剪开薄层肌肉，撑开切口，即可露出深红色的肾脏及其上方呈炎黄色豆形的肾上腺，用特制的环形眼科镊将肾上腺摘除。
摘除卵巢时，手术方法基本和摘除肾上腺相同，撑开切口，可见位于两侧肾脏外下方呈淡粉红色的卵巢及相连的子宫角，在子宫角处穿线结扎，用环形眼科镊将卵巢摘除。
实验后需要处死鼠时，除采用小鼠几种处死方法外，常采用静脉快速注射25％氯化钾，每只0.6ml，由尾静脉或由颈外静脉注入，使心肌失去收缩力，致心脏弛缓性停跳而立即死亡。
大鼠解剖生理特点之一是无胆囊，而小鼠在肝右上叶和右中叶之间有一淡绿色发亮的胆囊。
三、家兔实验方法
家兔的正确抓取方法是右手抓住颈部的毛与皮，提起兔，用左手托住它的臀部，靠在实验者身上，不正确的抓取方法是：抓两耳提起动物，常损伤兔耳；提兔腰部，可损伤两侧肾脏。
兔耳采血或给药时，将兔装入固定盒内，先固定好头部，再盖上固定盒罩。
家兔的耳大，血管清晰，便于注射和采血。
采少量血时，先摩擦兔耳，使静脉充血，拔去近耳尖部耳缘静脉处兔毛，用针头刺破静脉，血即可从静脉破口滴出，也可用注射器抽取。
采较多量血时，可从兔耳中央动脉采血，使血管充血后，用5号半针头由中央动脉近耳尖部分叉处刺入动脉，采血量根据需要而定。
取大量血时，可从心脏直接抽取，触摸左侧第3～4肋间心搏最强处，用6号针头垂直刺入胸腔，当刺入心脏时，血可自动进入注射器，即可抽取。
需要灌胃给药时，将兔固定在木制固定盒内，左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14号细导尿管，由右侧唇裂避开门齿，将导管慢慢插入，如插管顺利，动物不挣扎，插入约15cm时，即表示插入胃内，将药液注入。
采集尿液常用压迫膀胱法，右手用力挤压腹部膀胱部位，尿即从尿殖口流出，正常尿是混浊的。
还可采用导尿法，选14号导尿管，管头沾些液体石腊，左手拇指和食指扒开生殖器，由尿殖口轻轻将尿导管插入膀胱，再抽取尿液。
椎管内给药或抽取脑脊髓液时，先尽量使兔尾部向腹侧屈曲，摸到腰椎与骶椎之间的间隙，针头垂直刺入椎管内，当见到兔的后肢有跳动，即证明已插入，不能再向下刺，回抽注射器见有脑脊液流出，再将药液注入。
家兔麻醉常采用耳缘静脉注射戊巴比妥钠，40mg／kg或氨基甲酸乙酯每0.8～1g／kg。
家兔的固定方法可根据实验需要而定，简便的方法，可用棉线拉住前门齿固定在手术台前面的铁柱上，也可用马蹄形头固定器固定，先将左右两耳杆固定棒插入外耳道内，用门齿固定棒固定在两门齿的齿缝间，还常用兔头固定器固定兔头，再用棉绳将四肢固定在手术台木钩上。
进行颈部手术时，先将手术区被毛逆毛方向剪去，仔细分离出颈部皮下的颈外静脉。
测量中心静脉压时，在一根盛满肝素溶液外径为2mm的塑料管，先预测一下由颈外静脉插口至右心房入口处大约距离，静脉上剪小口，向心方向慢慢插入6～8cm，即可进入右心房小口处，拔去管塞，与压力传感器接管相连，并将变化记录在记录仪上。
为避免发生窒息和进行人工呼吸，应先插好气管插管。
继续分离出颈部的神经，靠外侧最初的是迷走神经，中间最细的是减压神经，内侧略细的是交感神经，滴加液体石腊，保护神经。
将分离好的减压神经向心端放置在电极上，电极与示波器相连，这是示波器上记录出的减压神经放电现象。
颈动脉血压由插入动脉的套管经血压检压计和压力传感器，将血压变化反映在检压计上，并记录在三导生理记录仪上。
实验中发生意外，应及时急救。最常用的方法是静脉或心脏注射强心剂并配合做人工呼吸。
实验完后，如需要处死动物，常采用空气栓塞处死法，由耳缘静脉注入40ml空气，动物很快因循环栓塞而死亡。
四、狗的急性实验
实验前，应进行健康检查，经训练的狗，不必绑嘴，正常狗鼻湿润，触之有凉感，眼结膜和牙龈无出血和感染。
给药、采血、查体时，将狗拉上采血台，头用活动夹板夹好，下腹部用胶皮管吊起。
检查脉搏时，右手伸入股部内侧，摸到股动脉跳动，计出每分钟脉搏数，正常为80～120／min。
胃内给药时，用12号灌胃管，左手抓住嘴部，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一对臼齿后的天然空隙，胃管顺食管方向不断插入约20cm，可达胃内，将胃管另一端插入水中，如不出气泡，表示确已进入胃，而没误入气管内，即可灌入。
采血时，常用后肢皮下的小隐静脉，常规消毒后，压迫后肢上端，使静脉扩张，选7号针头由分支上端平行血管刺入静脉，抽取血液。
未经训练的狗抓取时，需要钳式长柄捕狗夹，夹住颈部后，拉出饲养房，用棉绳绑住狗嘴，先从下颌绕到上颌打一结，再绕向下颌打一结，最后将棉绳牵引到头后，在脖子上打一活结。
术前先行麻醉，常用的方法是静脉注射戊巴比妥钠，40mg／kg。
固定四肢时，将棉绳活扣绑于腕关节和踝关节以上部位，将左右前肢的两条棉绳从背后交叉穿过，再在对侧前肢的前臂上扎紧固定好。
固定头时，先拉出舌头，再用狗头固定器将头固定好。
颈部手术时，剪去手术区狗毛，自喉头以下，正中线做大约10cm的皮肤切口，分离出颈部血管和神经，测量血压时，先结扎动脉远心端，动脉夹夹住近心端，剪口，向心方向插入导管。
将电磁血流量计探头与颈动脉平行，并卡入槽内，测量血流量。将测量心电图用的针电极插入四肢、胸部皮下。
股部手术分离血管神经时，在股三角处做长约5cm的斜切口，止血、结扎、分离皮下组织，并逐步分离出股神经、股静脉、股动脉，股静脉插管后，连接输液装置，可进行输液。股动脉插管后可放血或测压用。
开胸前，插好气管套管，先剪一倒T形切口，然后插入套管，连接在电动人工呼吸器上，调节通气量后，进行人口呼吸。
沿左侧第四肋间做约8cm切口，用电烙器切开皮下组织、肋间肌肉，打开胸腔，再烙开心包膜，暴露心脏。找到主动脉，肺动脉，冠状动脉。将电磁血流量计探头卡放在主动脉根部，在四导记录上，记录出主动脉血流量。
实验后，可采用动脉急性放血、静脉注入空气或氯化钾、气胸等方法处死动物。
尸检时，先检查口腔、舌和体表有无出血与感染。
沿下颌中线向下至耻骨联合，切开皮肤，剥离皮下组织，剪开腹壁肌肉，暴露腹腔，沿第二肋骨开始到肋弓，切除两侧肋软管，取下胸骨。
检查腹腔内有无积液和出血，各脏器是否正常。观察脾脏内有无积液，心肺有无粘连和出血。
脏器摘除，采用部分脏器联合取出法，先夹住十二指肠，在两肋问切断肠端，取下小肠至直肠的全部肠管。取出肝、脾、肾、胃，最后取出心肺。
对主要胸腹腔脏器进行检查，依次观察心肺、气管、食道、肝、脾、肾、肾上腺、胰腺。
按血流方向剖开心脏，由腔静脉沿心室右缘经心尖部和右室前壁，至肺动脉，再从肺动脉沿左房，经心尖部和室中隔，至主动脉。这是从腔静脉剖至右室心尖部，从左室心尖部沿室中膈剪至主动脉，分别检查瓣膜是否正常。
沿肾脏外侧缘正中，向肾门做纵行切开，观察皮质、髓质和肾盂有无病变，肾纤维膜是否容易剥离。
用肠切开器剖开肠管，进行检查。
五、狗的慢性实验
着重介绍无菌手术技术。术前先脱毛，常用的脱毛剂为硫化碱。
将硫化碱放入热水中溶化，配成10％～20％浓度，用碘酒标明脱毛区域，带上耐酸碱手套，均匀涂沾脱毛剂，数分钟后，毛呈黏糊状时，迅速用来苏水冲洗干净。
麻醉后，仰卧位固定于手术台上，皮肤常规消毒后，手术台四周铺上剖腹单。
用刀背划出腹中皮肤切口标志线，并划出三条皮肤对合线，备术后皮肤缝合用，做长约10cm皮肤切口。
分离皮下组织，结扎止血，切开膜直肌前鞘，顺肌纤维方向钝性分开腹直肌，暴露腹直肌后鞘和腹膜。
用止血钳夹持后鞘及腹膜，确实没有夹住腹内脏器时，于两钳间切一小口，用止血钳夹住腹膜切口两侧，然后向上、下剪开腹膜。
进入腹腔，进行各种腹腔手术。
手术完后，用止血钳夹住腹膜切口两侧及上、下角，连续缝合腹膜。
用8字缝合或间断缝合腹直肌及前鞘。
对好皮肤对合线，先用间断垂直褥式缝合中间对合线的皮肤，再间断缝合皮肤，缝合完毕，压迫止血后用敷料包扎好伤口。
六、其他动物实验方法简介
1．抓蛙时，左手将其背靠着手心固定位，把后肢拉直，并用左手的中指、无名指及小指夹住，前肢可用拇指及食指压住。
用布包裹全蛙，露出头部，左手抓取蛙，右手拇、食指夹住蛙头，并使其向后弯曲，凹陷处即是枕骨大孔，将针刺入枕骨大孔，并向尾方刺入脊椎管内，破坏脊髓，再转向头方，刺入颅腔，捣毁脑髓，如脑脊髓破坏完全，蛙四肢松软。
离体灌注的蛙心制备，先剪去胸部皮肤及胸骨，再剪开心包，暴露心脏，绕动脉穿线，将心翻至腹侧，在腔静脉与静脉窦交界处结扎，在动脉干上剪一小口，将灌有灌注液的蛙心套管，插入开口经主动脉瓣进入心室，打结结扎，剪去心脏周围组织，取出心脏。
将细导线插入蛙心室肌，并与三导生理记录相连，心跳变化即可描记下来。
2．抓取豚鼠时，先用手掌迅速扣住背部，抓住其肩胛上方，用拇指捏住颈部，拿起动物，以另手托其臀部固定住后肢。
麻醉后，在耳后作耳蜗管暴露术，将电极线夹在耳蜗管处，并与放大器、示波器相连，在示波器荧光屏上，可见到耳蜗管放电变化。
3．抓取猫时，右手抓住猫头背部皮肤，头向上抬，左手托住下腹部。
麻醉后，用立体定位仪将猫腹卧位固定好，沿头部正中切开皮肤，分开颈肌，沿矢状缝处侧剪开头骨，暴露脑膜，在显微镜观察下将细玻璃电极插入至脑干，观察变化。
4．捕抓猴时，先用短柄网罩住猴，由罩处抓住猴的颈部，掀开网罩，再提取猴的手臂，反背握住。
麻醉常用肌内注射硫喷妥钠，35mg／kg。
猕猴的口腔解剖生理特点相似于人类，常用于口腔矫形科学的研究。
采用不同的充填材料和治疗方法，进行根管治疗，观察牙体的病变和愈合情况。
